¿Cómo se realiza espectrofotométricamente un ensayo enzimático especialmente para enzimas basadas en quinasas?

No todas las reacciones enzimáticas pueden seguirse con un ensayo espectrofotométrico, como indicó la respuesta de Siddiqui S, donde sugirió algunos enfoques alternativos no espectrofotométricos para un ensayo de quinasa.

Para que se aplique un ensayo espectrofotométrico, debe haber una diferencia significativa en la absorción entre los reactivos y los productos. Las reacciones de cinasa no cumplen ese criterio.

Como ejemplo de uno que sí lo hace, una reacción redox enzimática que usa NAD + / NADH como cofactor es perfecta. NADH tiene un máximo de absorción a 340 nm. NAD + no absorbe a esa longitud de onda. Esa longitud de onda también está fuera del rango de absorción de posibles sustancias interferentes como ácidos nucleicos, proteínas, componentes del tampón, etc.

El último punto, que otras sustancias interferentes tampoco absorben a la longitud de onda que estaríamos registrando, no es un requisito absoluto. Siempre que esas sustancias interferentes sean iguales en las mezclas de reacción antes y después, su contribución a la absorbancia se cancelaría. Sin embargo, sigue siendo un problema práctico si absorben mucho más fuertemente que el componente cuya concentración realmente está cambiando. No querría tener una absorbancia de fondo de 2.00 si busca cambios de absorbancia de 0.01-0.10 en la reacción real.

Las quinasas dependen del ATP para transferir el grupo fosfato. ATP, ADP y AMP absorben radiaciones electromagnéticas de diferentes longitudes de onda, pero desafortunadamente sus máximos de absorción no son muy distantes. ATP como el ADN tiene una absorción máxima de 260 nm, ADP tiene 254 y AMP tiene 252nm. Una forma de determinar la concentración de ATP es detener la reacción con 3M HCl y realizar UPlC, donde ATP, ADP y AMP tienen diferentes tiempos de retención.