Gracias por el comentario para aclarar la pregunta.
En primer lugar, me gustaría señalar que el Western Blot no es una gran herramienta para cuantificar proteínas. Es altamente subjetivo. Una vez dicho esto, he utilizado para “cuantificar” la cantidad de una proteína presente donde tengo una cantidad conocida de la proteína como control. Por ejemplo, puedo cargar 12 ng, 8 ng, 4 ng, 2 ng y 1 ng del estándar de proteína y luego cargar 1x, 0.5x, 0.25x y 0.125x de lo desconocido, y luego comparar la intensidad de las bandas. Lo mejor que podrías decir en esta situación es que la banda 0.25x se parece a la banda de 8 ng. Utilizando este enfoque tengo figuras correctas, no precisas, pero en el área correcta (confirmé esto usando otro método para obtener una figura más precisa).
También está el problema de cómo se comporta el anticuerpo. Es posible que no funcione con Western Blots. He visto anticuerpos policlonales que funcionan bien en ELISA, pero no tan bien en westerns (y al revés). He visto anticuerpos que dan excelentes resultados en el oeste y no inmunoprecipitan. Y he usado anticuerpos que solo parecen funcionar bien en inmuno-histoquímica, y no en absoluto en westerns. Depende del epítopo que están reconociendo.
Una mejor manera de cuantificar la cantidad de proteína que tiene puede ser un ELISA, ya que puede proporcionar mediciones precisas. Sin embargo, una limitación es que no siempre se puede estar seguro de que su anticuerpo esté reconociendo la proteína correcta, mientras que en el western, al menos puede decir que se está uniendo a una proteína del tamaño correcto.
Espero que lo de arriba ayude. Si no, házmelo saber.
