¿Cómo funciona la página nativa si tienes proteínas básicas, ácidas y neutras en una sola mezcla? ¿Se supone que primero debes separar estas proteínas usando cromatografía y luego colocar cada proteína en un pozo de electroforesis diferente con una solución tampón diferente?

Los geles de poliacrilamida se componen de un gel de apilamiento y un gel de separación (gel separador). Los geles de apilamiento tienen una mayor porosidad en relación con el gel de resolución y actúan para concentrar las proteínas en la muestra en una zona de partida fina. Los geles de resolución tienen una porosidad más baja y actúan para separar las proteínas en función del tamaño (en SDS-PAGE) o del tamaño y la carga (PAGE nativa).

Un sistema común usa tampón Tris-glicina a pH = 6.8 en el gel de apilamiento y Tris-HCl a pH = 8.8 en el gel de resolución. Sin embargo, hay disponible una variedad de sistemas de almacenamiento intermedio de acuerdo con la naturaleza de la muestra bajo investigación. Por ejemplo, β-alanina / ácido acético a pH = 3,8 o 6-amino-n-hexanoicoácido / ácido cacodílico a pH = 5,2, ambos implican la migración al cátodo, separarán las proteínas con una amplia gama de puntos isoeléctricos.

La complejidad resultante probablemente sea la razón por la que PAGE no se usa tanto para proteínas nativas. Si se colocan diferentes tampones de pH en pozos separados, no se producirán corridas a diferentes valores de pH, ya que los almacenamientos intermedios en cada pozo se verán abrumados por el volumen mucho mayor del tampón de funcionamiento.

Normalmente, el tampón en el gel es alto, pH 8,8, por lo que casi todas las proteínas migrarán al electrodo negativo. Si tu proteína de interés tiene un pI> 8.8, entonces corre con los electrodos invertidos.