¿Qué técnica es mejor para identificar una interacción proteína-proteína?

A lo largo de los años, se han desarrollado una gran cantidad de métodos para estudiar las interacciones proteína-proteína, que incluyen Y2H (híbrido de levadura 2), TAP (purificación de afinidad en tándem), Co-IP (Coinmunoprecipitación), ensayos de pull-down, etc. enfoques tiene sus propias fortalezas y debilidades, especialmente con respecto a la sensibilidad y especificidad del método. Aquí está el enlace de visión general de los métodos para la detección y el análisis de las interacciones proteína-proteína, puede ayudar.

Entre estas técnicas, la interferometría de biocapa (BLI), una técnica óptica bien establecida y sin etiquetas, parece ser la técnica más prometedora para estudiar las interacciones biomoleculares.

En BLI, la punta de una sonda de fibra óptica está recubierta con ligando y actúa como biosensor. Esa punta luego se sumerge en una solución de analito, en el pozo de una placa de 96 o 384 pocillos. Para leer el ensayo, la luz blanca se dirige a lo largo de la fibra. La interferencia entre la luz que se refleja en la referencia y las superficies inmovilizadas de la punta crea un patrón distintivo de luz que regresa a la fibra. A medida que las moléculas se unen a la superficie del sensor inmovilizado, ese patrón cambia en proporción al grado de unión, proporcionando información detallada sobre la cinética de asociación y disociación de las moléculas de ambas moléculas, así como la constante de afinidad para la interacción de proteínas (ka, kd y Kd).

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Digamos que no tiene a su disposición un montón de equipos de biofísica de lujo (que la otra respuesta supone que tiene que hacer ) y que no puede / no quiere purificar todas las proteínas candidatas que cree que su proteína de interés interactúa con. Supongamos además que realmente quiere saber si esta interacción se lleva a cabo in vivo, o al menos en extracto. ¿Qué puedes hacer?

Genere una construcción que codifique para su proteína de interés fusionada a una etiqueta de epítopo, exprésela en las células que le interesan (idealmente, estaría reemplazando el locus endógeno con esta construcción, pero eso no siempre es posible), explique el las celdas se abren y se abren hacia abajo en la etiqueta. Purifica todo lo que no esté adherido a la proteína que etiquetaste, y comienza a identificar lo que tienes. La espectrometría de masas es una buena apuesta; puede eliminar bandas individuales de un gel e identificarlas una a la vez (bueno si tiene solo unas pocas bandas intensas), o enviar toda la mezcla y usar los protocolos de espectrometría de masas MudPIT (tecnología de identificación multidimensional de proteínas) para identificar todas las péptidos presentes.

Otro enfoque que puede tomar (siempre que la biblioteca exista para la especie que le interesa) es levadura-dos híbridos. Básicamente, etiqueta su proteína con la mitad de un factor de transcripción y tiene todas las demás proteínas de su especie de interés marcadas con la otra mitad. Genere una cepa de levadura que exprese su proteína de interés junto con un informador que necesita que se exprese todo el factor de transcripción, y luego transforme la biblioteca de plásmidos que expresan las otras proteínas en una población de esas células. Colóquelos sobre algo que matará las células que no activan al informador (es decir, no tienen unión entre su proteína y la otra que está presente), recolecte los sobrevivientes y la secuencia para descubrir qué proteínas contienen.

Una vez que tiene un conjunto de datos recopilados por uno de estos dos métodos (o algo similar), está listo para los enfoques biofísicos rigurosos que se describen en la respuesta a continuación, ¡pero ciertamente no antes!

Supongo que ya sabes qué tipo de proteínas son (citosólica, membrana, secuencia). Si ya sabe cómo purificar uno de los compañeros de unión, examine las proteínas que también se co-purifican en esa fracción y caracterícese por digestión y espectrometría de masa.

Si tienes dos proteínas ya purificadas y quieres ver si interactúan, es posible mezclarlas y analizarlas en una PÁGINA nativa clara o azul. Lo único es que, al menos en mi experiencia, este método no puede decirle mucho sobre el peso molecular preciso de las bandas que ve.

Si tiene una región específica sospechosa donde las proteínas están interactuando, elija aminoácidos específicos y muéstrelos a pBpa (necesita un plásmido especial y una cepa bacteriana), exponga las células a la luz ultravioleta y explore la fotorreticulación.

  • DSC (Differential Scanning Calorimety) es la herramienta más fácil y poderosa para estudiar las interacciones de proteínas con otros ligandos, lípidos y otras macromoléculas.
  • Dependiendo del tamaño de la proteína, la RMN (Resonancia Magnética Nuclear) también puede ser un buen recurso.
  • Y otra herramienta genial es FTIR (espectroscopía infrarroja de Fourier Transform).
  • EPR (Electron Paramagnética Resonance) es una herramienta poderosa también.
  • FRET (transferencia de electrones por resonancia de flurosencia) se utiliza con mucha frecuencia en muchos laboratorios que no necesitan ningún equipo especializado.

Todas las técnicas tienen sus propias limitaciones. Finalmente, todo se trata de su proteína de interés.

PD. Espero que no sea tu tarea. Es una pregunta muy común en muchos cursos de Biochem 101.

Referencias

  1. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/
  2. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/m/pu
  3. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/m/pu
  4. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/m/pu
  5. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/m/pu

Una técnica extremadamente impopular y poco convencional es hacer una conjetura y probarla. Lo sé, lo sé, la pregunta es sobre las mejores técnicas, pero este método me ha funcionado en el pasado, así que pensé que podría mencionarlo también.

Te avisaré de antemano, NO te garantizo que esto funcionará para ti. Se requerirá una cantidad concienzuda de revisión de la literatura; a menos que ya conozcas bastante bien la literatura, en cuyo caso podría no ser tan difícil. También es probablemente el más eficiente si su proteína está involucrada en algún tipo de ensamblaje macromolecular. Esto no es particularmente útil para proteínas que flotan libremente.

Esto es lo que hice:

Estoy trabajando en un orgánulo altamente organizado para el cual no se conoce la subestructura. Algunas de las proteínas importantes que contribuyen a su subestructura ya se han caracterizado y sus ubicaciones están asignadas al orgánulo por EM. Algunas de las interacciones entre estas proteínas también se han determinado, y sus regiones de interacción se identificaron mediante pruebas de eliminación de mutación.

Usando toda esta información recopilada diligentemente, hice un mapa cuidadoso y extremadamente detallado de mi orgánulo. Primero, mapeé todas las localizaciones conocidas de los diferentes dominios de varias proteínas en sus respectivas subestructuras. Luego, reuní toda la información de interacción y traté de exprimir las restantes proteínas que interactúan dentro de las subestructuras. Usando este enfoque, algunos dominios no caracterizados de algunas proteínas se acercaron mucho entre sí en la estructura organellar general. Probé estos dominios de proteínas no caracterizados y, ¡voilá! surgió con interacciones completamente nuevas.

No estoy recomendando que hagas algo como esto. Por lo general, los métodos mencionados en las otras respuestas son enfoques mucho mejores para identificar las interacciones proteína-proteína. Sin embargo, si crees que podría funcionar para ti, pruébalo. Nunca se sabe cuándo puede tener suerte.

Estoy muy sorprendido porque nadie mencionó la Calorimetría de Titulación Isoterma (ITC), cuando es la mejor técnica hasta ahora en mi conocimiento (corríjame si estoy equivocado). Con ITC se pueden derivar, todos los parámetros vinculantes, es decir, entropía, entalpía, delta G, constantes de disociación / asociación que son los parámetros principales para definir cualquier interacción termodinámica. ITC también se puede usar para estudiar las interacciones entre proteínas y proteínas.
Para mencionar en pocas palabras el procedimiento, exprese proteínas (expresión heteróloga en E. coli, barata y mejor) y purifique (tantas técnicas disponibles, cromatografía de afinidad fácil con su etiqueta). El siguiente paso es verificar la interacción en ITC (obviamente uno tiene que optimizar todos los pasos como en cualquier caso). Existen algunas limitaciones (por ejemplo, no limitadas al gran volumen de muestra, la pureza y la solubilidad) que se ven superadas por las ventajas de que uno puede derivar todos los parámetros de unión.

Otras dos técnicas que no se mencionaron en las otras respuestas son la polarización de fluorescencia y la interferometría de resonancia de plasmón superficial. Estos métodos son cuantitativos (es decir, pueden medir afinidades de unión), pero requieren un equipo especializado.

El sistema de levadura dos híbridos es un método ampliamente utilizado para identificar la interacción proteína-proteína in vivo. Aquí está el enlace a wikipedia Prueba de doble híbrido